Журнал “Судебно-медицинская экспертиза”, 2006, №1, С.20-24.

С.С. Катаев, Н.Б. Зеленина, Д.Б. Оборин, Т.Л. Малкова

ПРИМЕНЕНИЕ МЕТОДА ФЛЮОРЕСЦЕНТНО-ПОЛЯРИЗАЦИОННОГО ИММУНОАНАЛИЗА ДЛЯ ВЫЯВЛЕНИЯ ОПИАТОВ В КРОВИ

Пермское областное бюро судебно-медицинской экспертизы (нач. В.И. Перминов);

Пермская государственная фармацевтическая академия (ректор, проф. Г.И. Олешко)

Резюме

Показана возможность использования метода флюоресцентно-поляризационного иммуноанализа (ФПИА) в скрининге наркотических средств группы опия в крови и сыворотке крови как предварительного метода исследования. Проведено сравнение результатов исследования образцов крови и сыворотки крови, полученных методами ФПИА и хромато-масс-спектрометрии. В качестве критерия оценки результата предварительного исследования предложено использовать точку отсечки путем ввода в серию анализируемых образцов пробы крови с пороговой концентрацией морфина: для образцов живых лиц - 20 нг/мл, от трупов - 40 нг/мл. Предложенный метод скрининга опиатов в крови характеризуется простым и быстрым исполнением, высокой специфичностью и точностью, экономичным расходованием экспертного материала.

Ключевые слова: опиаты, кровь, флюоресцентно-поляризационный иммуноанализ, хромато-масс-спектрометрия.

 

Учитывая сложившуюся ситуацию в области наркотизации населения, одним из важных моментов судебно-химического исследования становится определение в биологическом материале наркотических веществ. Исследование мочи, как это принято в отношении живых лиц в практике химико-токсикологических лабораторий, позволяет судить лишь о самом факте употребления наркотических веществ. Только исследование крови может дать основание для выводов о возможной причине отравления или смерти, как следствия употребления названных веществ.

В практике Пермского областного бюро судебно-медицинской экспертизы примерно 50% направлений для исследования на наркотические вещества включают в качестве объекта исследования только кровь. 34% направлений трупного материала только кровь и органы. 60% направлений от живых лиц составляет только кровь объемом от 3 до 15 мл. Таким образом, имеется объективная необходимость в методах, позволяющих с высокой достоверностью и минимальным расходом экспертного материала проводить предварительный анализ на наличие наркотических веществ в крови.

Предварительное исследование для отсеивания проб, не содержащих определяемых веществ, является одним из важных этапов анализа наркотических веществ в биологическом материале. Для анализа мочи существует широкий круг коммерческих методов иммуноанализа (иммунохроматографический анализ, иммуноферментный анализ, флюоресцентно-поляризационный иммуноанализ - ФПИА) и исследований в тонком слое сорбента (лаборатория TOXI-LAB), позволяющих эффективно решать данную задачу. Для крови таких методов значительно меньше. В последние годы для анализа наркотических веществ в крови и сыворотке крови все более широкое применение находят иммунные методы [6-11].

Целью работы явилось изучение возможности применения метода ФПИА для выявления опиатов в крови и сыворотке от живых лиц и трупов, в качестве предварительного метода исследования.

оборудование и Материалы

Флюоресцентно-поляризационный иммуноанализатор TD_xFL_x ("Abbott", США). Полуавтоматические пипетки-дозаторы со сменными наконечниками, позволяющие отбирать объемы жидкостей 4-40, 40-200, 200-1000 мкл и 1-5 мл. Калибраторы, контроли и наборы реагентов "Opiates U" для флюоресцентно-поляризационного анализатора TD_xFL_x. Газовый хроматограф НР5890А серии II с капиллярной кварцевой колонкой НР-5MS 30 м х 0,25 мм и масс-селективным детектором НР5972А (“Hewlett-Packard”, США). Ультразвуковая ванна УЗМ 002 "Серьга". Все используемые растворители и реактивы градации х. ч. Морфина гидрохлорид (ФС 413, ГФ X), кодеин основание (ФС 170, ГФ X), этилморфина гидрохлорид (ФС 41, ГФ X).

Материалы и методы исследования

Изучали образцы крови и мочи, направленные для исследования на наркотические и лекарственные вещества, забранные от живых лиц и от трупов. Образцы до исследования хранили при температуре 2 – 4^оС.

Исследование методом ФПИА. Анализ на анализаторе TD_xFL_x проводили следующим образом: 100 мкл калибратора, контроля или 200 мкл пробы автоматической пипеткой вносили в лунки для образцов пластмассовых картриджей. Последние вместе со стеклянными кюветами устанавливали во внешнее кольцо измерительной карусели. Подготовленную таким образом карусель устанавливали на шпиндель внутренней части прибора. В отведенные места анализатора помещали буфер и соответствующий набор реагентов.

ФПИА исследование крови и сыворотки проводили по общей схеме: к 1 мл крови или сыворотки добавляли 1 мл ацетона, встряхивали и в течение 5 мин обрабатывали в ультразвуковой ванне. Затем пробы центрифугировали в закрытых флаконах 10 минут при 2000 об/мин. После этого отбирали 200 мкл центрифугата, помещали в катридж анализатора TD_xFL_x и исследовали на наличие опиатов с применением набора реагентов для анализа мочи "Opiates U".

Результаты исследований, обработанные анализатором TD_xFL_x, выдавались в виде протокола, в котором отражался номер пробы, концентрация (нг/мл) и интенсивность поляризации (NET P).

Исследование крови методом хромато-масс-спектрометрии (ХМС). Количественное определение общего морфина и кодеина в крови проводили методом ХМС после кислотного гидролиза. Использовали предложенные ранее внутренний стандарт и экстрагент [4].

Во флакон помещали 2,5 мл крови (точно), прибавляли 20 мкл раствора внутреннего стандарта (спиртовой раствор этилморфина гидрохлорида - 0,02 мг/мл), добавляли 2,5 мл дистиллированной воды, взбалтывали, вносили 1 мл концентрированной соляной кислоты и перемешивали. Флакон плотно укупоривали и помещали в кипящую водяную баню на 20 мин. После охлаждения флакон вскрывали, гидролизат фильтровали через бумажный фильтр, флакон и фильтр с остатком замывали 1 мл 0,1 н. раствором соляной кислоты. К фильтрату прибавляли 5 мл хлороформа, экстрагировали 10 минут на встряхивателе, после чего органическую фазу отбирали и отбрасывали (очистка). К водной фазе прибавляли 25% водный раствор аммиака до рН 9-10 и дважды экстрагировали смесью хлороформ – н-бутанол (6:1) порциями по 5 мл каждая. Органические экстракты отделяли, фильтровали через смоченный хлороформом бумажный фильтр с безводным сульфатом натрия в стеклянный флакон. Экстракт выпаривали до сухого остатка в токе теплого воздуха (40-50^оС). К сухому остатку прибавляли 40 мкл безводного пиридина и 60 мкл уксусного ангидрида (замывая стенки флакона), флакон плотно укупоривали и выдерживали 20 минут при 80^оС. После охлаждения флакон вскрывали и выпаривали избыток реагентов в токе теплого воздуха (40-50^оС). Сухой остаток растворяли в 100 мкл безводного этилацетата и 2 мкл вводили в инжектор ХМС.

Калибровочный график зависимости концентрации к площади внутреннего стандарта (400 нг этилморфина гидрохлорида) строили путем добавления к 10 мл крови спиртовых растворов морфина гидрохлорида и кодеина основания для получения концентраций: 10; 100; 1000 нг на 1 мл крови. Проводили по три определения для каждой калибровочной точки с использованием 2,5 мл крови и методики пробоподготовки, аналогичной вышеизложенной. Количественное определение проводили с использованием ПЭВМ и программного обеспечения ChemStation G1034C. Перерасчет концентрации (С_х) морфина и кодеина в крови проводили по формуле:

 

где: Q – количество вещества, определенное по графику (нг); а - количество крови, взятой для исследования (мл); k - коэффициент пересчета (для морфина k=0,76, для кодеина k=0,94).

В заключение эксперта выносится среднее значение концентрации общего морфина или кодеина в мг/л, определенное при исследовании двух проб образца. Далее по тексту для удобства мы будем использовать количественные показатели (в нг/мл).

Интерпретация результатов исследования крови. Положительный результат фиксировали при идентификации пиков со временем удерживания ацетильных производных морфина и/или кодеина, при соответствии соотношения ионов в интервале ± 20%.

ХМС - исследование мочи. К 2 мл мочи прибавляли 0,4 мл концентрированной соляной кислоты, флакон плотно закрывали и выдерживали 20 минут на кипящей водяной бане. После охлаждения к гидролизату прибавляли 25% водный раствор аммиака до рН 9-10 и дважды экстрагировали смесью хлороформ – н-бутанол (6:1) порциями по 2 мл. Органические фазы отделяли, объединяли и фильтровали через бумажный фильтр с безводным сульфатом натрия. Фильтрат выпаривали досуха в токе теплого воздуха (40-50^оС). К сухому остатку прибавляли 40 мкл безводного пиридина и 60 мкл уксусного ангидрида. Флакон герметично укупоривали и нагревали в термоблоке 20 минут при 80^оС. После охлаждения флакон вскрывали и выпаривали избыток реагентов досуха. Сухой остаток растворяли в 100-200 мкл безводного этилацетата и 1-2 мкл вводили в инжектор хроматографа.

Интерпретация результатов исследования мочи. Положительный результат фиксировали при наличии на хроматограмме пиков веществ, соответствующих по времени удерживания и масс-спектру ацетилированным производным морфина и/или кодеина.

Условия ХМС - исследования. Колонка НР-5MS, 30 м х 0,25 мм, скорость газа носителя (гелий) - 1,5 мл/мин, режим работы split/splitless (деление потока 1:10, с задержкой включения 1 мин после ввода пробы), температура инжектора 250^оС, интерфейса детектора 280^оС, температура колонки программируемая. Начальная температура 70^оС в течение 2 мин, затем прогрев 20 ^оС/мин до 270^оС с выдержкой 3 мин, далее прогрев до 290^оС и выдержкой в течение 5 мин для удаления балластных компонентов пробы.

Режим работы МСД при анализе крови: селективный ионный мониторинг в интервале 13-15 минут (см. табл. 1), напряжение на умножителе устанавливается на 350 В выше величины стандартной автоматической настройки детектора. Пороговая концентрация морфина и кодеина для крови - 10 нг/мл. Коэффициент корреляции для кодеина – 0,994, для морфина – 0,983.

Таблица 1.

Хромато-масс-спектрометрические данные для анализа опиатов в крови.

Соединение	m/z и интенсивности ионов			Интервал сканирования, мин	Время удерживания, мин	Индекс удерживания (RI)
Ацетилкодеин	341	282 (65)	229 (35)	13,30 - 13,65	13,57	2610
Ацетилэтилморфин	355	296 (54)	243 (23)	13,65 - 14,00	13,72	2640
Диацетилморфин	327	369 (73)	310 (53)	14,00 - 15,00	14,46	2732

Режим работы МСД при анализе мочи: полное сканирование ионов от 45 до 450 атомных масс. Время удерживания ацетилкодеина 13,57 минуты (RI 2610), диацетилморфина 14,46 минуты (RI 2732). Предел обнаружения для морфина и кодеина не менее 50 нг/мл для каждого, при исследовании 1 мкл образца, растворенного в 100 мкл этилацетата.

Относительную чувствительность, специфичность и точность метода ФПИА рассчитывали по формулам:

Чувствительность = [ИП/(ЛП + ЛО)] х 100,

Специфичность = [ИО/(ИО + ЛП)] x 100,

Точность = [ИП + ИО /( ИП + ИО + ЛП + ЛО)] x 100,

где ИП - количество истинно положительных проб, ИО - количество истинно отрицательных проб, ЛП - количество ложноположительных проб, ЛО - количество ложноотрицательных проб.

Результаты исследования и их обсуждение

Метод ФПИА позволяет определять опиаты в моче без ее обработки. Кровь требует предварительной подготовки. Высокая специфичность иммунных методов позволяет исследовать пробы с соблюдением минимальных требований. Таким образом, одним из этапов в подготовке к исследованию методом ФПИА образца крови или сыворотки является необходимость осаждения форменных элементов и белков, которые могут повлиять на результаты исследования. Для этой цели в практике широко используют такие органические растворители, как метанол, ацетон и ацетонитрил. Последние два растворителя легко денатурируют и осаждают белки уже в соотношении 1:1, в отличие от метанола, которого необходимо взять в соотношении 1:2 [6]. Это ведет к разбавлению пробы и снижению чувствительности метода при дальнейшем проведении прямого исследования образца.

Ацетон и ацетонитрил имеют высокую экстрагирующую способность, легко проникают через клеточные мембраны и обеспечивают большой выход определяемых веществ из тканей [2, 3]. Однако ацетонитрил, являясь более гидрофильным соединением, хуже растворяет липиды, что приводит к образованию конгломератов (сгустков), вследствие адгезии форменных элементов крови. При добавлении ацетона к крови не происходит образования сгустков, поэтому обеспечивается лучший контакт растворителя с определяемым веществом. Ацетонитрил и метанол, по сравнению с ацетоном, дают при работе с гемолизованной и гнилостноизмененной кровью извлечения с более интенсивной окраской. Исходя из этого, для исследования в качестве осадительного агента был использован ацетон.

Одностадийность выделения веществ с последующим прямым исследованием извлечения является более привлекательной, так как упаривание растворителя с последующим восстановлением пробы ведет к окислению и адсорбции компонентов последней.

Таблица 2.

Калибровочные данные метода ФПИА для опиатов.

Концентрация морфина, нг/мл	Категория стандарта	Интенсивность поляризации, NET P	D NET P*
0	Калибратор	210,81	-
100	Калибратор	166,66	-44,15
200	Калибратор	131,62	-35,04
250	Нижний контроль	120,75	-10,87
350	Калибратор	107,55	-13,2
600	Калибратор	93,16	-14,39
800	Верхний контроль	87,27	-5,89
1000	Калибратор	85,67	-1,6

Примечание. *- приращение NET P выражено как разность между настоящей и предыдущей величиной интенсивности поляризации.

В табл. 2 приведены данные калибровки иммуноанализатора и результаты исследования контролей предназначенных для анализа мочи. Как видно из графика на рисунке и табл. 2, приращение интенсивности поляризации (D NET P) в интервале от 0 до 1000 нг/мл не является линейным. При этом наибольшее разрешение наблюдается для низких концентраций. Это позволяет предположить, что разрешение диапазона концентраций от 0 до 100 нг/мл может быть использовано для определения опиатов в концентрациях от 5 до 30 нг/мл, которые рассматриваются как пороговые концентрации в скрининге опиатов с использованием различных методов иммуноанализа в крови [7-9, 11].

Зависимость интенсивности поляризации (по оси ординат) от концентрации морфина (по оси абсцисс).

Результаты исследования холостых проб и проб с добавлением стандартного раствора морфина гидрохлорида (в количестве 38 нг/мл в пересчете на основание морфина) приведены в табл. 3.

Таблица 3.

Результаты исследования холостых проб крови и сыворотки с добавкой морфина.

Образец	Холостая, NET P	С добавкой		D NET P
		NET P	С, нг/мл
Сыворотка	212,54	196,66	40,47	-15,88
Сыворотка	213,13	195,82	42,18	-17,31
Кровь	213,83	198,82	36,00	-15,01
Сыворотка	214,60	196,05	41,71	-18,55
Кровь	213,98	194,54	44,75	-19,44
Кровь	213,82	195,70	42,43	-18,12
Сыворотка	212,81	193,14	47,53	-19,67
Сыворотка	213,50	194,46	44,90	-19,04
Кровь	210,80	193,77	46,27	-17,03
Сыворотка	215,78	194,82	44,19	-20,96
Кровь	209,81	187,11	59,27	-22,70
Кровь	211,16	188,94	55,73	-22,22
Сыворотка	212,49	187,45	58,61	-25,04
Кровь	213,78	195,13	43,57	-18,65

Исследовано 28 проб, из них по 7 образцов крови холостых и с добавкой морфина, а также по 7 образцов сыворотки крови холостых и с добавкой морфина. В табл. 4 приведены интервалы и средние значения концентраций опиатов, а также D NET P, полученные при исследовании образцов холостых и с добавлением морфина. Приведены как суммарные значения для крови и сыворотки крови, так и результаты отдельно для каждого типа объекта. Как видно из табл. 4, полученные результаты средних значений для крови и сыворотки крови являются близкими, что позволяет говорить о возможности использования метода ФПИА для любого из них.

Таблица 4.

Интервалы и средние значения концентраций и приращения интенсивности поляризации (D NET P), полученные при исследовании холостых проб и образцов с добавлением морфина.

Образцы	Интервал значений концентраций, нг/мл	Среднее значение концентрации, нг/мл	Интервал значений D NET P	Среднее значение D NET P
Холостые пробы	0 ÷ 6,51	0,95 ± 2,27
Пробы с добавлением стандарта, в том числе: кровь (7 образцов); сыворотка (7 образцов).	36,0 ÷ 59,27 36,0 ÷ 59,27 40,47 ÷ 58,61	46,26 ± 6,90 (15%) 46,86 ± 8,02 (17%) 45,66 ± 6,17 (14%)	-15,01 ÷ -25,04 -15,01 ÷ -22,70 -15,88 ÷ -25,04	-19,26 ± 2,74 (14%) -19,02 ± 2,74 (14%) -19,49 ± 2,94 (15%)

 

Если рассматривать диапазон концентраций от 0 до 100 нг/мл, то на единицу D NET P приходится 2,27 нг/мл морфина в калибровочном образце (см. табл. 2), та же средняя величина для образцов крови и сыворотки составила 1,97 (см. табл. 4). Эти результаты показывают, что в интервале значений концентраций до 100 нг/мл метод имеет зависимость значения NET P от концентрации морфина близкую к линейной. Таким образом, метод ФПИА объективно позволяет проводить исследование образцов крови и сыворотки, содержащие опиаты и, в частности, морфин как основное производное и метаболит большинства наркотических средств группы опия в рассматриваемом диапазоне.

Учитывая, что метод ФПИА применяется как предварительный для скрининга опиатов, не имеет смысла построения калибровочного графика зависимости NET P от концентрации морфина в крови и/или сыворотке крови, как предлагалось [11]. Более эффективным будет применение точки отсечки путем ввода пробы со значением пороговой концентрации морфина. Такую пробу можно приготовить с использованием интактного образца и калибраторов к анализатору, либо раствора стандарта и исследовать с каждой серией анализируемых проб аналогично контролю. Таким образом, пороговое значение метода ФПИА при исследовании крови определяли путем введения в серию образцов пробы крови с пороговой концентрацией морфина. Исследовали кровь от живых лиц с концентрацией основания морфина 20 нг/мл, для трупов с концентрацией 40 нг/мл. Образцы в серии проб, для которых полученные концентрации были ниже указанных, рассматривали как отрицательные.

При исследовании трупного материала в качестве пороговой концентрации для опиатов в методе ФПИА использовали двукратную величину (40 нг/мл), примененную для живых лиц. Эта величина позволяет исключить ложноположительные результаты при исследовании образцов с гнилостными изменениями. В подобных случаях в отношении некоторых образцов крови, не содержащих опиаты, могут быть получены результаты до 35 нг/мл.

Для сравнения использовали результаты ХМС-исследования. В общее исследование вошло 160 образцов крови и сыворотки крови, из них 99 - от живых лиц и 61 - от трупов. По 40 образцов от трупов и живых лиц были представлены с мочой.

В табл. 5 приведены сравнительные результаты, полученные методами ФПИА и ХМС, а также структура данных по образцам от живых лиц и трупов.

Таблица 5.

Результаты исследования крови и сыворотки крови от живых лиц и трупов методом ФПИА, подтвержденные методом ХМС.

Пробы	Всего образцов	От живых лиц	От трупов
С положительным результатом	58	29	29
С отрицательным результатом	102	70	32
Всего	160	99	61

Из 160 исследованных образцов положительный результат получен в отношении 58 проб крови и сыворотки. Для них методом ХМС было подтверждено наличие морфина и/или кодеина. Это позволяет говорить о 100%-ной чувствительности, специфичности и точности метода ФПИА (при заданных пороговых концентрациях не было получено ложноположительных и ложноотрицательных результатов).

Хорошо согласованными оказались результаты исследования крови или сыворотки в совокупности с мочой, в парах отрицательных и положительных образцов от трупов и живых лиц. В случаях, когда один из образцов в паре давал положительный результат, наблюдалось резкое различие для пар образцов от трупов и живых лиц.

В отношении образцов крови и мочи от живых лиц наблюдается ситуация, когда в моче обнаружен морфин, а в крови или сыворотке он не определяется, что характерно для конечной стадии элиминации. Для пар проб от трупов встречается противоположная ситуация – наличие высоких концентраций морфина в крови и отсутствие или низкие концентрации (иногда ниже пороговой концентрации для метода ФПИА – 200 нг/мл), что характерно для случаев “быстрой” смерти у потребителей героина [1]. В 18 из 40 пар образцов от трупов опиаты не найдены, в 20 парах найдены в обоих объектах, причем в 4 образцах мочи методом ФПИА получены концентрации от 39,5 до 86,5 нг/мл, а методом ХМС в них был найден морфин в следовых количествах. В 2 парах образцов в моче обоими методами опиаты не были найдены, при наличии морфина в крови. Полученные результаты свидетельствуют о необходимости проведения исследования двух объектов, один из которых позволяет оценивать текущее состояние (кровь, сыворотка), а второй контролировать стадию элиминации (моча - от живых лиц, моча, желчь - от трупов). Также показаны необходимость осторожного использования метода иммуно-хроматографического анализа образцов мочи от трупов для определения наркотических веществ [5] и первостепенная важность лабораторного исследования образцов крови.

В табл. 6 приведены обобщенные количественные результаты для образцов крови и сыворотки, полученные методами ФПИА (по калибровочной кривой со стандартными калибраторами для анализа мочи) и ХМС от живых лиц и от трупов (не включены образцы, превысившие по результатам ФПИА исследования концентрации 1000 нг/мл).

Таблица 6.

Количественные результаты методов ФПИА и ХМС (в нг/мл).

Пробы	ФПИА		ХМС
	Интервал	Среднее значение	Интервал	Среднее значение
взятые от живых лиц	29,3 ¸ 751,0	159,5 ± 185,9	33 ¸ 2050	341 ± 489
взятые от трупов	60,7 ¸ 822,8	275,7 ± 193,8	187 ¸ 5440	1047 ± 1305

Метод ФПИА позволяет проводить полуколичественную оценку содержания суммы опиатов в объекте. Сравнение количественных результатов, полученных методами ФПИА и ХМС, показало, что для образцов крови (сыворотки) от живых лиц метод ФПИА дает занижение количества опиатов в среднем на 53%, а для трупного материала – на 74%. Данное различие в количественных результатах наблюдается в основном при значительных концентрациях опиатов в крови, т. е. в диапазоне, где метод ФПИА имеет низкое разрешение. Частично данное расхождение можно так же отнести к различной реактивности метода ФПИА к морфину, производным морфина, их метаболитам (диацетилморфину, 6-ацетилморфину, норморфину, кодеину, норкодеину) и ряду их производных с глюкоуроновой кислотой [12].

Выводы

1. Предложен вариант простого, быстрого и эффективного скрининга опиатов в крови или сыворотке крови от живых лиц и трупов с применением метода ФПИА.
2. Проведено сравнение результатов исследования образцов крови и сыворотки, полученных методами ФПИА и ХМС.
3. Показана возможность использования метода ФПИА, как предварительного метода исследования в химико-токсикологическом и судебно-химическом анализе опиатов в крови и сыворотке.
4. Предложенный метод скрининга опиатов характеризуется высокой специфичностью, точностью и чувствительностью.

Литература

1. Веселовская Н.В., Коваленко А.Е. Наркотики. – М.:"Триада-Х", 2000.– 206 с.
2. Карташов В.А. Изучение вопросов экстракции лекарственных веществ из биологического материала: Автореф. дис. … д-ра фарм. Наук. – Барнаул, 1990. – 43 c.
3. Кушнирева О.Н. Использование комплекса хроматографических и иммунохимических методов в химико-токсикологическом анализе ряда производных 1,4-бензодиазепина, дифенилметана, фенитиазина и тропановых алкалоидов: Автореф. дис. … канд. фарм. наук. – Пермь, 2003. – 21 c.
4. Мелентьев А.Б. Практическое руководство по скринингу лекарственных, наркотических веществ и их метаболитов методом газовой хроматографии с масс-селектвным детектором для целей судебной токсикологии. Челябинск, 2001.– Часть 1. – 62 c.
5. Шигеев В.Б., Шигеев С.В. // Судебно-медицинская экспертиза отравлений наркотическими веществами, психотропными средствами и алкоголем. Сб. научных трудов по материалам Всероссийского совещания судебно-медицинских экспертов, наркологов и криминалистов с участием представителей правоохранительных органов. – Казань, 2001. – C.33-37.
6. Asselin W.M., Leslie J.M., McKenley B. // J. Analyt. Toxicol. – 1988. – Vol.12. – P.207-215.
7. Collison I.B., Spiehler V.R., Guluzian S., Sedgwick P.R. // J. Forens. Sci.– 1998. – Vol.43. – N.2. – P. 390–394.
8. Kаferstein H., Sticht G. // Rechtsmedizin. – 1998. – Bd. 8. – S.173–177.
9. Kerrigan S., Phillips W.H.Jr. // Clinical Chemistry. – 2001. – Vol.47. – N.3. – P.540–547.
10. Lewellen L.J., McCurdy H.H. // J. Analyt. Toxicol. – 1988. – Vol.12. – P.260-264.
11. Toennes S. W., Kauert G. // Rechtsmedizin. – 2000. – Bd.10. - S.71–75.
12. TD_x/TD_xFL_x OPIATES.- Abbott Laboratories Diagnostics Division.- List No. 9673.- 2001.

 

Катаев Сергей Сергеевич

E-mail: forenschemist@narod.ru

На первую страницу